Etiologia zaburzeń spektrum autyzmu. Prawdopodobny centralny mechanizm zaburzeń ze spektrum autyzmu, część 2: Immunoekscytotoksyczność – dr Russel L Blaylock
Dr Russell L. Blaylock
Prawdopodobny centralny mechanizm zaburzeń ze spektrum autyzmu, część 1 – dr Russell L. Blaylock
Streszczenie
W tej części zbadam wpływ rtęci i stanu zapalnego na reakcje transsulfuracji, który może prowadzić do podwyższenia poziomu androgenów, a także w jaki sposób ta sytuacja może wiązać się z faktem, że zaburzenia ze spektrum autyzmu (ang. autism spectrum disorders, ASD) występują częściej u chłopców. Wiadomo, że rtęć zakłóca reakcje biochemiczne i że przewlekle podwyższone poziomy androgenów również nasilają wpływ ekscytotoksyn na rozwój układu nerwowego. Zarówno androgeny, jak i glutaminian zmieniają wahania ilości wapnia w komórkach nerwowych i glejowych, o których wiadomo, że regulują migrację i proces dojrzewania komórek, jak również ostateczną strukturę cytoarchitektoniczną mózgu. Badania wykazały wysokie poziomy hormonu DHEA (dehydroepiandrosteronu) i niskie hormonu DHEA-S u chorych z diagnozą ASD, co może być skutkiem zarówno toksyczności rtęci, jak i przewlekłego stanu zapalnego.
Chroniczna aktywacja komórek mikrogleju wydaje się znamienna dla osób z diagnozą Zaburzeń ze Spektrum Autyzmu [ASD]. Stymulacja obwodowa odporności, rtęć i zwiększone ilości androgenów – wszystko to może stymulować aktywację mikrogleju. Zarówno z problemami z transsulferacją, jak i z przewlekłą toksycznością rtęci wiąże się podwyższenie poziomów homocysteiny u pacjentów z ASD. Homocysteina, a w szczególności produkty jej metabolizmu, są ekscytotoksynami o silnym działaniu.
Ściśle związane ze zwiększeniem ilości DHEA, ekscytotoksyczność i toksyczność rtęci są anomaliami w działaniu mitochondriów. Liczne badania wykazały, że zmniejszona produkcja energii przez mitochondria znacznie wzmacnia ekscytotoksyczność. Na koniec omówię wpływ przewlekłego stanu zapalnego i podwyższonych poziomów rtęci na glutation i metalotioneinę.
Etiologia zaburzeń spektrum autyzmu.
NADMIERNA ILOŚĆ ANDROGENÓW A AUTYZM
Istnieją mocne dowody, że kontakt człowieka z rtęcią powoduje wzrost ilości androgenów. Dla przykładu Barregard i in. podali, że wystąpił znaczący związek między podwyższeniem stężenia rtęci u pracowników sektora chloro-alkalicznego a poziomem testosteronu.[1] Badania na zwierzętach dowodzą również istnienia związku między wytwarzaniem hormonów płciowych a dawkowaniem rtęci.[2] W doświadczeniach wykazano także, że istnieje powiązanie między podwyższonym poziomem testosteronu w okresie prenatalnym,[3] poziomem testosteronu w surowicy krwi w okresie postnatalnym,[4] a zaburzeniami ze spektrum autyzmu.
Co do mechanizmu podwyższania poziomu testosteronu na skutek kontaktu z rtęcią, niektórzy badacze sugerują, że Hg2+ bezpośrednio powoduje defekt w procesie biosyntezy steroidów nadnerczowych blokując aktywność 21-alfa-hydroksylazy,[5] podczas gdy inni wskazują na inaktywację sulfotransferazy hydroksysteroidowej czy to bezpośrednio[6] czy w wyniku stanu zapalnego.[7] Wykazano ponadto, że poziom DHEA-S, proponowanej formy magazynowania aktywnego DHEA, jest również znacznie obniżony w zaburzeniach autystycznych.[8]
Kim i in. udowodnili, że nawet bardzo małe dawki LPS (1 nmoL) mogą radykalnie zmniejszyć ilość mRNA dla SULT2A1 i PAPSS2 odpowiedzialnych za sulfonowanie znacznej liczby hydroksysteroidów endogennych, kwasów żółciowych i ksenobiotyków, a także za sulfonowanie DHEA do DHEA-S.[7] Na ogół stężenia DHEA-S w osoczu są od 300 do 500 razy wyższe niż stężenia DHEA. Kim i in. ustalili, że za redukcję tą odpowiadają TNF-alfa oraz IL-1beta. Inaczej niż w przypadku pacjentów autystycznych, stężenia DHEA nie były podwyższone u zwierząt po kontakcie z LPS, co może się zdarzyć w przypadku toksyczności rtęci. Redukcja stężenia DHEA-S jest powszechna w innych schorzeniach zapalnych, takich jak reumatoidalne zapalenie stawów.[9]
Niejednokrotnie obserwuje się powiązane podwyższenie poziomu androgenów i homocysteiny, co pozostaje w zgodzie z wykryciem defektu w procesie transsulfuracji. Przykładowo kilku pracowników zaobserwowało podwyższone poziomy homocysteiny u pacjentek z zespołem wielotorbielowatych jajników.[10,11] Mężczyźni mają zazwyczaj wyższy poziom homocysteiny niż kobiety, przy czym uważa się go za drugorzędny wobec zwiększonej ilości androgenów.[12]
Nadmiar androgenów zakłóca konwersję homocysteiny do cystationiny, która przez konwersję do cysteiny staje się głównym źródłem glutationu.[13] A zatem nadmiar androgenów może nie tylko doprowadzić do podwyższenia poziomu homocysteiny, ale także do zmniejszenia ilości glutationu, jednego z ważniejszych antyoksydantów w mózgu. Inne szlaki w cyklu metioninowym również doznają uszczerbku, co może częściowo tłumaczyć znaczącą redukcję poziomu metioniny, a także s-adenozylometioniny u dzieci autystycznych.[4,14]
James i in. odkryli nie tylko niskie ilości całkowite glutationu u pacjentów z autyzmem poddanych badaniu, ale również dwukrotnie wyższe poziomy disiarczku glutationu, co zdecydowanie wskazuje na stres oksydacyjny.[14] Wiadomo, iż kilka enzymów wykorzystywanych w cyklu metioninowym, takich jak syntaza metioninowa, metylotransferaza betaino-homocysteinowa i adenozylotransferaza metioninowa to enzymy ulegające reakcjom redoks.[15,16] Przy chronicznie podwyższonym poziomie ROS, RNS oraz produktów peroksydacji lipidów w mózgu chorego z diagnozą autyzmu, supresja tych enzymów nie powinna budzić zdziwienia.
Witamina B12 i folacyna [folian] oddziałują na siebie wzajemnie przy tworzeniu grup metylowych podczas cyklu metioninowego. W niedawnym badaniu ustalono rosnącą częstotliwość mutacji allela C677T enzymu o nazwie reduktaza metylenotetrahydrofolianu u dzieci z autyzmem.[17] Ta sama mutacja genetyczna powoduje zwiększenie ilości homocysteiny.[18] Oprócz tego badania wykazały nieprawidłową absorpcję witaminy B12 z jelita krętego u chorych dzieci z diagnozą autyzmu.[19]
W prosty sposób o metylacji – Czym jest metylacja?
Kwas foliowy i glifosat – synergiczna toksyczność – dr Stephanie Seneff
Przyjmuje się, że istnieje dwupostaciowy wpływ hormonów płciowych zarówno na morfologię mężczyzn, jak i kobiet, a także na budowę mózgu i zachowanie.[20] Naukowcy sugerują ponadto, że autyzm reprezentuje postać „ekstremalnie męskiego mózgu” charakteryzującego się normalnymi zachowaniami męskimi, jednak z obniżoną zdolnością rozumienia komunikacji niewerbalnej, odmienne umiejętności językowe oraz zaburzenia teorii umysłu.[21,22]
Wsparcie dla tej teorii ma swoje źródło w badaniach dzieci chorych na wrodzony przerost nadnerczy (ang. congenital arenal hyperplasia, CAH) charakteryzujący się wysokimi poziomami androgenów krążących zarówno u mężczyzn, jak i kobiet dotkniętych tym schorzeniem. Dla przykładu w jednym z badań Knickmeyer i in. ustalili, że dziewczynki z wysokimi poziomami androgenów osiągnęły wyższy wynik na teście do określenia czynnika ASQ niż dziewczynki z normalnymi poziomami.[23]
Chociaż wskazuje to na istnienie związku, pomimo wysokich ilości testosteronu u dzieci z CAH niewiele z nich choruje na w pełni rozwinięty autyzm, choć niektóre objawy behawioralne mogą być dla nich wspólne. Poza tym wiele z tych dzieci choruje na inne zaburzenia metaboliczne mogące przyczyniać się do symptomatologii, np. zaburzenia elektrolitowe.
Nie oznacza to, że wymienione powyżej badania nad CAH nie wykazały wpływu na zachowanie; chodzi po prostu o to, że poważne wady społecznych funkcji poznawczych obserwowane w autyzmie w tym przypadku nie są widoczne. Wskazuje to, że autyzm oznacza nie tylko podwyższone poziomy androgenów we wczesnym etapie rozwoju. Przykładowo, zwiększona ilość androgenów nie wyjaśnia przewlekłej i rozległej aktywacji immunologicznej obserwowanej w mózgu chorego na autyzm ani długotrwałej i rozległej aktywacji komórek mikrogleju i astrocytów. Nie tłumaczy również całkowicie zmian neuropatologicznych i nieprawidłowego rozwoju ścieżek w mózgu obserwowanych u osoby autystycznej.
Ciąża, Odporność, Schizofrenia i Autyzm – dr Paul Patterson
Liczne badania wykazały nieprawidłowości zarówno w morfologii, jak i w funkcjonowaniu ciała migdałowatego i kory przedczołowej dzieci z autyzmem, czego nie można tłumaczyć jedynie nadmiarem androgenów.[24-26] Estrada i in. udowodnili, że suprafizjologiczne poziomy testosteronu (zakresy mikromolowe) mogą zainicjować apoptozę hodowli neuronów, co powinno negatywnie wpłynąć na rozwój układu nerwowego.[27]
Ponadto Geier i Geier stwierdzili dość spektakularną i szybką poprawę u 11 autystycznych dzieci leczonych kolejno zarówno metodą chelatacji rtęci, jak i octanem leuproleliny, czyli lekiem obniżającym poziom androgenów.[28] W ciągu 3 miesięcy u dzieci tych nastąpił dwukrotny spadek poziomów testosteronu w surowicy krwi. Zaobserwowano poprawę w kontaktach społecznych, świadomości poznawczej i zachowaniu agresywnym w głównej mierze dzięki obniżeniu ilości androgenów, jako że na efekty chelatacji rtęci trzeba zazwyczaj poczekać dłużej.
Należy zauważyć, że w przypadku dzieci będących na czczo do badania krwi zaobserwowano podobną szybką poprawę zachowania. Połączenie podwyższonego poziomu androgenów, mniejsza ochrona przed stresem oksydacyjnym ze strony glutationu oraz podwyższone ilości homocysteiny w okresie rozwoju mózgu jest źródłem poważnych obaw.
Rola androgenów i estrogenów w aktywacji mikrogleju i ekscytotoksyczności
Pytaniem, na które należy odpowiedzieć jest: jaki mechanizm powoduje, że nadmierna ilość androgenów niekorzystnie wpływa na rozwój i funkcjonowanie układu nerwowego? Istnieje kilka możliwości, jednak mogą między nimi występować wzajemne relacje.
Wiadomo, że na poziomach podstawowych, zarówno testosteron, jak i estrogen, mają działanie neuroprotekcyjne i pełnią istotną rolę w rozwoju neuronów, migracji, przeroście dendrytów oraz synaptogenezie.[29,30] Wydaje się, że kluczowe znaczenie dla efektu powodowanego przez nadmiar androgenów ma wytwarzanie przez androgeny oscylacji wapnia, co do których udowodniono, że regulują nie tylko przerost neurytów, ale także migrację neuronów. Oscylacje wapnia nie są wywoływane przez stymulację genu jądrowego receptorów androgenów, ale przez szybko działające receptory regulowane przez białka G na błonie komórkowej aktywujące proces uwalniania wapnia z siateczki śródplazmatycznej przez szlak sygnałowy 1,4,5-trisfosforanu inozytolu i diacyloglicerolu.[32] Udowodniono również, że oscylacje wapnia nie były wtórne do konwersji testosteronu do estrogenu przez aromatazę w mózgu. Oscylacje wapnia wewnątrzkomórkowego są odpowiedzialne za kodowanie różnicowania komórkowego w ośrodkowym układzie nerwowym [CNS].[33]
Niedawne badanie Balthazarta i in. wykazujące, że układ glutaminergiczny, który funkcjonuje głównie za pośrednictwem receptorów AMPA/kwasu kainowego gwałtownie hamuje aktywność aromatazy w mózgu, wskazuje na inny mechanizm powodujący, że poziom testosteronu w mózgu pozostaje podwyższony u dziecka autystycznego.[34] Aromataza w mózgu jako enzym indukcyjny konwertuje testosteron do 17β-estradiolu jako enzymu indukcyjnego.[35]
W badaniach udowodniono, że zarówno receptory NMDA, jak i receptory androgenowe pełnią rolę w różnicowaniu neuronów, migracji i przeroście dendrytów regulując oscylacje wapnia.[36,37] Wykazano ponadto, że fale wapniowe regulują czynność stożka wzrostu.[38] Szczególne zainteresowanie wzbudziło ustalenie Estrady i in., że niskie stężenia testosteronu wywołują oscylacje wapnia, zaś wysokie powodują stały, zależny od dawki wzrost poziomu wapnia w neuronach, czyli stan, który – jak można by się spodziewać – wywoła nieprawidłową migrację neuronów i neurotoksyczność.[27] W swoim badaniu rzeczywiście ustalili, że wyższe dawki testosteronu wyzwalały apoptozę komórek ludzkich nerwiaka zarodkowego. Efekt ten był zależny od dawki, przy czym dawka 1 µmol wywołała znaczną śmierć komórek, zaś dawka 10 µmol była znacznie bardziej zabójcza. Warto również zauważyć, że niedawne odkrycie 5-alfa-reduktazy specyficznej dla danego obszaru mózgu, która konwertuje testosteron do silniejszego dihydrotestosteronu, może spowodować, że w określonych obszarach ośrodkowego układu nerwowego poziom testosteronu będzie wyższy niż osocza.[39]
Inni naukowcy zauważyli, że następstwa uszkodzenia neurologicznego różnią się dla obu płci, czyli że samice szybciej wracają do zdrowia po chorobie neurologicznej niż samce.[40,41] Na drodze doświadczalnej Hawk i in. ustalili, że przewlekła wymiana testosteronu zwiększała uszkodzenia w wyniku udaru mózgu, zaś leczenie 17β-estradiolem łagodziło te uszkodzenia u wykastrowanych samców szczurów.[42] Pozostaje to w zgodzie z zademonstrowanym działaniem ochronnym estrogenów na mózg, o ile mieszczą się w przedziale wartości fizjologicznych.
Udowodniono, że receptory androgenowe są obecne w podwzgórzu, hipokampie, polu przedwzrokowym, ciele migdałowatym i podwzgórzu środkowym, ale także w całym płacie czołowym, a przy tym wpływają na regulację receptora GABAA w płacie czołowym.[43-48] Ustalenie to wskazuje na większy wpływ androgenów na zachowanie niż tylko skutki dla zachowań reprodukcyjnych.
W innym badaniu, wykorzystując zarówno hodowlę komórek hipokampu myszy, jak i badanie in vivo na szczurach ze szczepu Sprague-Dawley, Yang i in. zaobserwowali, że dawka 10 µmol testosteronu in vitro znacząco zwiększyła toksyczność glutaminianu.[49] Podobnie dawka 10 µmol estradiolu istotnie podniosła toksyczność glutaminianu. W badaniu in vivo zastosowali wszczepioną grudkę testosteronu, aby hormon powoli się uwalniał i zminimalizował stres związany z wielokrotnymi iniekcjami. Wykorzystując model udaru tętnicy środkowej mózgu ustalili, że zwierzęta ze wszczepionym testosteronem doznały znacznie większej szkody na skutek udaru niż zwierzęta w grupie kontrolnej.
Udowodniono, że androgeny, podobnie jak ekscytotoksyny, wzmacniają działanie mediatora prozapalnego NF-kB i tym samym zwiększają aktywację COX-2 i iNOS, doprowadzając do produkcji wolnych rodników i peroksydacji lipidów oraz wzmożonego wydzielania glutaminianu z komórek mikrogleju.[50,51] Wykorzystując hipokampy zarówno z uszkodzeniem ekscytotoksycznym, jak i raną kłutą, Garcia-Ovejero i in. uwidocznili, że oba rodzaje ran mogły aktywować wpływ receptorów androgenowych i estrogenowych na komórki glejowe.[51] Receptor estrogenowy alfa (ERalfa) był eksprymowany na astrocytach, zaś receptory androgenowe (ang. androgen receptors, AR) na błonach komórkowych mikrogleju.
Zaobserwowano, że oba receptory pojawiły się po 3 dniach od odniesienia rany, przy czym maksymalne poziomy receptorów ER i AR w immunoreaktywnych komórkach gleju pojawiły się w dniu 7 i powróciły do linii bazowej w dniu 28. W ujęciu łącznym powyższe badania wskazują, że utrzymujący się dłuższy czas podwyższony poziom testosteronu aktywuje mikroglej, wywołując uwalnianie znacznej liczby elementów neurotoksycznych, w tym ekscytotoksyny, glutaminianu i kwasu chinolinowego. Istotnie, DonCarlos i in. wykazali, że spośród komórek mikrogleju jedynie komórki aktywowane eksprymują receptory androgenowe, podczas gdy aktywowane astrocyty eksprymują receptory estrogenowe.[52] Zaobserwowali również, że metoda barwienia immunologicznego receptorów androgenowych dała silniejsze efekty w płacie czołowym niż w strukturach podwzgórza i układu limbicznego. Oprócz tego wykazanie, że mikroglej kieruje migracją komórek prekursorowych układu nerwowego i różnicowaniem oraz że aktywowane komórki mikrogleju są w stanie znacząco zwiększyć liczbę neuronów może tłumaczyć nadmiar komórek obserwowanych w pewnych regionach mózgu osób z autyzmem, zwłaszcza w ciele migdałowatym.[53]
Przy chronicznie podwyższonym poziomie androgenów wzmaga się nie tylko aktywacja mikrogleju, ale również toksyczność wydzielanego glutaminianu i cytokin prozapalnych osiąga nadmierny poziom. Inaczej niż w mózgu osoby dorosłej, to połączenie cytokin prozapalnych, androgenów i neuroprzekaźników pobudzających nie tylko przyśpiesza proces przewlekłej neurodegeneracji, ale także wpływa na zmianę różnicowania i dojrzewania komórek progenitorowych, przerost dendrytów i ich drzewiaste zakończenia, tworzenie się i stabilizowanie połączeń synaptycznych oraz migrację neuronów.
HOMOCYSTEINA I EKSCYTOTOKSYCZNOŚĆ A ROZWIJAJĄCY SIĘ UKŁAD NERWOWY
Homocysteina, której podwyższony poziom obserwuje się u wielu autystycznych dzieci, uczestniczy w różnorodnych reakcjach transsulfuracji takich jak synteza cysteiny, remetylacja do syntezy metioniny i transmetylacji DNA, białek i lipidów oraz biosynteza neuroprzekaźników, a także niektórych hormonów. Choć wiadomo, że cysteina jako taka jest silną ekscytotoksyną,[54] szczególnie w środowisku alkalicznym, u osób chorych z diagnozą autyzmu obserwuje się niewielkie ilości cysteiny.[55]
Podwyższony poziom homocysteiny, nawet w umiarkowanym stopniu, wiąże się z chorobą Alzheimera,[56] utratą pamięci związaną z wiekiem,[57] schizofrenią,[58] wadami cewy nerwowej,[59] atakami padaczki,[60] i toksycznością neurobehawioralną chemoterapeutyków.[61] Homocysteina utlenia się do wielu odpowiedników L-glutaminianu (kwas L-homocysteinosulfonowy [L-HCSA]) i kwasu L-homocysteinowego [ang. L-homocysteic acid, L-HCA] oraz analogów kwasu asparaginowego (kwas L-cysteinosulfonowy [L-CSA]) oraz kwasu L-cysteinowego [ang. L-cysteic acid, L-CA]) o znacznie silniejszym działaniu ekscytotoksycznym niż sama homocysteina.[62]
W niedawnych badaniach udowodniono, że metabolity powstałe w wyniku utleniania homocysteiny aktywują receptory NMDA, a także receptory metabotropowe i że w komórkach ziarnistych móżdżku neurotoksyczność obejmuje ko-stymulację receptorów NMDA oraz receptorów metabotropowych z grupy I.[63] Inne badania potwierdziły silną stymulację pobudzających receptorów metabotropowych glutaminianu przez metabolity homocysteiny.[64,64]
Lockhart i in. ustalili, że neurony w hipokampie są szczególnie wrażliwe na ekscytotoksyczność indukowaną przez produkt oksydacji homocysteiny jakim jest kwas L-homocysteinowy. Przybywa dowodów, że kwas L-homocysteinowy może być przekaźnikiem w komórkach glejowych działając za pośrednictwem receptorów NMDA astrocytów.[67] Zaobserwować można silne wzmocnienie kaskady ekscytotoksycznej pod wpływem receptorów metabotropowych z grupy I, jak również receptorów NMDA, które aktywuje kwas homocysteinowy i kwas homocysteinosulfonowy, zwłaszcza w połączeniu z wysokim poziomem glutaminianu w neuronach.
Istnieją ponadto dowody, że receptory komórek Purkiniego charakteryzują się unikalnymi właściwościami w tym sensie, że posiadają niewiele receptorów NMDA, zaś ich pozostałe receptory odznaczają się silniejszą ekspresją.[68] Wykazano, że kwas homocysteinowy, jako ekscytotoksyna, działa za pośrednictwem receptorów NMDA w neuronach znajdujących się w hipokampie i poprzez receptory inne niż NMDA w komórkach Purkiniego. Biorąc pod uwagę cytokiny prozapalne, ROS/RNS, produkty peroksydacji lipidowej i amplifikację ekscytotoksyczności spowodowaną słabszym działaniem mitochondriów można lepiej zrozumieć znaczącą utratę komórek Purkiniego obserwowaną w móżdżku pacjentów z autyzmem. W zasadzie jest to w mniejszym stopniu uraz autoimmunologiczny, a w większym charakteryzuje się cechami typowymi dla urazu w sąsiedztwie określonego przez McGeer i McGeer jako autotoksyczność.[69]
Ponieważ zarówno inotropowe, jak i metabotropowe receptory glutaminianu, a także androgeny, działają poprzez akumulację nadmiaru wapnia wewnątrzkomórkowego, łatwo zrozumieć kluczową rolę pełnioną w tym procesie przez każdy z powyższych receptorów, co zostanie wyjaśnione w kolejnej części. Produkty oksydacji homocysteiny takie jak kwas homocysteinowy, kwas homocysteinosulfonowy oraz kwas cysteinowy wraz z glutaminianem, cytokinami prozapalnymi, chemokinami i prostaglandynami prozapalnymi wyzwalają uraz autoimmunologiczny obejmujący rozległy obszar wokół miejsca reakcji immunologicznej, tłumacząc tym samym obraz z autopsji mózgu osoby autystycznej.
ROLA RTĘCI W AUTYZMIE
Zarówno rtęć, jak i glin uważane są za metale neurotoksyczne, przy czym rtęć jest znacznie bardziej toksyczna. Dzieci chore na autyzm stykają się z licznymi źródłami rtęci i glinu. Należą do nich atmosfera, amalgamat stomatologiczny, spożywanie ryb, niektóre pestycydy i herbicydy oraz szczepionki. W większości przypadków dzieci mają styczność z wieloma spośród tych źródeł. Szczególne obawy w kontekście rozwijającego się mózgu dziecka budzi kontakt z rtęcią w macicy pochodzącą z amalgamatu stomatologicznego matki, spożywania owoców morza lub szczepionek przyjętych w czasie ciąży bądź bezpośrednio przed poczęciem. Ze względu na ekstensywny rozwój ludzkiego mózgu w okresie pourodzeniowym, styczność z rtęcią po narodzinach stanowi również powód do obaw. Wykazano, że rtęć dość łatwo przenika przez barierę łożyskową i w ten sposób przedostaje się do układu krążenia płodu, a zatem i do mózgu.[70,71] Głównymi źródłami glinu są żywność i szczepionki.
Liczne badania udowodniły anomalie budowy płodu w wyniku styczności matki z rtęcią.[72-75] Może ona skutkować nieprawidłowościami proliferacji neuronów i komórek glejowych, migracji neuronów i ostatecznej cytoarchitektoniki mózgu, a w szczególności móżdżku.
Istnieją także dowody, że rtęć jonowa jest najbardziej toksyczną postacią rtęci w ośrodkowym układzie nerwowym i że rtęć organiczna ulega powolnej demetylacji w mózgu do rtęci jonowej, która następnie może być redystrybuowana w czasie. Dla przykładu Vahter i in. zbadali proces demetylacji metylortęci u makaków krabożernych w następstwie podania im ustnej dawki 50µg/kg metylortęci przez 6, 12 lub 18 miesięcy i zaobserwowali powolny wzrost stężenia rtęci jonowej we wszystkich regionach mózgu, zwłaszcza we wzgórzu i przysadce.[76]
Ostatnie badania uwidoczniły, że istnieją toksykologiczne i farmakokinetyczne różnice między metylortęcią pochodzącą z owoców morza a etylortęcią z tiomersalu stosowanego jako konserwant w szczepionkach. Przykładowo Burbacher i in., wykorzystując małpy mające kontakt albo z metylortęcią (MeHg) albo szczepione tiomersalem zaraz po urodzeniu, a następnie w wieku tygodnia, dwóch i trzech, ustalili znaczącą różnicę w okresie półtrwania we krwi, jako że początkowy i końcowy okres półtrwania tiomersalu wyniósł odpowiednio 2,1 i 8,6 dni, zaś MeHg – 21,5 dni.[77] Naukowcy ci zaobserwowali również, że stężenie etylortęci w mózgu było trzykrotnie mniejsze niż MeHg. A jednak istotne znaczenie miał wynik badania wskazujący, że 34% etylortęci uległo konwersji do rtęci jonowej w mózgach małp w porównaniu z 7% MeHg. Rtęć jonowa jest nie tylko bardziej toksyczna, ale także znacznie trudniejsza do usunięcia z ośrodkowego układu nerwowego [CNS], nawet za pomocą chelatacji.
W dwóch badaniach oceniono obciążenie rtęcią organizmu dzieci otrzymujących zalecane szczepionki wieku dziecięcego. Redwood i in. ustalili, że zaraz po przyjściu na świat noworodek otrzymuje 12,5 µg, 62,5 µg w wieku 2 miesięcy, 50 µg w wieku 4 miesięcy, 62,5 µg w wieku 6 miesięcy i 50 µg w wieku 18 miesięcy, co oznacza, że całkowite obciążenie rtęcią wynosi 237,5 µg etylortęci w ciągu pierwszych 18 miesięcy życia. Jest to dawka większa niż uznana przez agencję ochrony środowiska [EPA] w wytycznych dotyczących bezpieczeństwa za bezpieczną dla dorosłego człowieka.[78] W drugim badaniu zaobserwowano kontakt niemowląt z rtęcią na podobną skalę.[79]
Wpływ rtęci na neurony, mikroglej i astrocyty
Jednym z najbardziej oczywistych skutków toksyczności rtęci jest wytwarzanie dużej liczby wolnych rodników i produktów peroksydacji lipidów, a znaczną ochronę przed neurotoksycznością wywołaną przez rtęć zapewniają antyoksydanty.[80] Wydaje się jednak, że produkcja tych wolnych rodników obejmuje bardziej skomplikowany proces, jako że blokada receptora glutaminowego NMDA również znacząco osłabia toksyczne działanie MeHg, a także zmniejsza generowanie reaktywnych form tlenu.[82,82] Wykazano ponadto, że wolne rodniki drastycznie zwiększają wrażliwość niedojrzałych neuronów na toksyczne oddziaływanie MeHg, tak że uprzednio nietoksyczne stężenia stają się w pełni toksyczne,[83] tak jak w przypadku ekscytotoksyn.[84] Jednym z wolnych rodników, które są najbardziej zaangażowane zarówno w neurotoksyczność, jak i ekscytotoksyczność rtęci jest nadtlenoazotyn, który wytwarza się na skutek interakcji pomiędzy tlenkiem azotu (NO) a ponadtlenkami.[83,-85] Wiadomo, że nadtlenozotyn atakuje zwłaszcza mitochondria obniżając produkcję energii oraz wzmaga produkcję reaktywnych form tlenu [ROS].[86] Oprócz tego nadtlenoazotyn, jako że należy do grupy reaktywnych form azotu, wchodzi w reakcję z białkami komórkowymi, w szczególności z pozostałościami tyrozyny, doprowadzając do koncentracji nitrotyrozyny.
Zaburzenia mitochondrialne u osób z autyzmem
Nowe dowody wskazują na silny związek między stanem zapalnym w mózgu, niewydolnością mitochondriów i ekscytotoksycznością na drodze aktywowanej przez wapń induktywnej syntazy tlenku azotu (iNOS) i generowania nadtlenoazotynu.[87] Wiadomo, że aktywowane komórki mikrogleju regulują w górę iNOS oraz wytwarzają duże ilości nadtlenoazotynu, co z kolei nie tylko wyzwala ekscytotoksyczność, ale też obniża poziomy energii komórki.[88,89] Spadek energii komórki potęguje ekscytotoksyczność w stopniu, na którym nawet fizjologiczne stężenia glutaminianu pozakomórkowego mogą być ekscytotoksyczne.[90] W niedawnych badaniach udowodniono, że dysfunkcję mitochondriów spotyka się powszechnie w chorobach neurodegeneracyjnych.[91,92] Co również istotne, badania wykazały, że mitochondria wykazują najwyższe wewnątrzkomórkowe stężenia rtęci na skutek ekspozycji na jony rtęci.[93]
Jedną z najważniejszych funkcji mitochondriów, poza produkcją energii, jest buforowanie wapnia. W warunkach ekscytotoksyczności większość wapnia cytozolowego jest usuwana albo przez siateczkę śródplazmatyczną gładką (ang. smooth endoplasmic reticulum, SER) albo przez mitochondria, zaś dysfunkcja któregokolwiek z tych dwóch organów może skutkować nasileniem sygnalizacji wewnątrzkomórkowej, a to z kolei wytwarzaniem wolnych rodników, peroksydacją lipidów i aktywacją sygnałów śmierci komórki. Rtęć, zaburzając kanały wapniowe komórek i aktywując sygnalizację poprzez wapń w siateczce śródplazmatycznej gładkiej, jeszcze bardziej nasila ten problem prowadząc do nieprawidłowej neurogenezy i neurodegeneracji, jak również do aktywacji mikrogleju zgodnie z tym, co opisano powyżej.[94]
Systemowa stymulacja odporności z wykorzystaniem LPS zwiększa stres oksydacyjny w mózgu potęgując tym samym wrażliwość na ekscytotoksyny i rtęć.[95] Poza tym, jak już się przekonaliśmy, systemowa inokulacja LPS także zwiększa aktywację komórek mikrogleju w mózgu, aktywację cytokin prozapalnych oraz wzmaga ekscytotoksyczność. Ponadto, procesy te charakteryzują zaburzenia homeostazy wapniowej, dysfunkcja mitochondriów i utrata energii komórki – ponownie, w związku ze wszystkimi tymi mechanizmami udowodniono, że zakłócają neurogenezę oraz indukują neurodegenerację. Oddziaływanie nadmiernej stymulacji receptorów glutaminianowych, zwłaszcza NMDA i AMPA, w jeszcze większym stopniu wzmacnia reaktywne formy tlenu, produkty peroksydacji lipidów i cytokiny prozapalne, w szczególności TNF-alfa.[96,97] Glin, podobnie jak rtęć, jest silnym induktorem produkcji reaktywnych form tlenu [ROS] i peroksydacji lipidów [LPO] w mózgu.[98,99] Pomiary stresu oksydacyjnego i peroksydacji lipidów wykazały znacznie podwyższone wartości u dzieci z autyzmem.[100,101]
Należy także zauważyć, że wysokie stężenia DHEA (dehydroepiandrosteronu) zakłócają produkcję energii w mitochondriach, przy czym, jak zaobserwowaliśmy, w niektórych badaniach dzieci z zaburzeniami ze spektrum autyzmu stężenia DHEA były aż dwukrotnie podwyższone.[102] W badaniu tym ustalono, że wysokie poziomy DHEA hamują kompleks I (oksydoreduktaza NADH: ubichinon) w kulturach pierwotnych komórek ziarnistych móżdżku bez szkodliwego oddziaływania na inne enzymy uczestniczące w mitochondrialnym transporcie elektronów. W części in vivo badania, dorosłe samce myszy przez 10 tygodni karmiono dietą zawierającą 0.6% DHEA, a następnie normalną dietą, aby wykluczyć dotkliwe skutki działania DHEA. Naukowcy ustalili, że gęstość neuronów była znacząco niższa w pierwszorzędnej korze ruchowej i hipokampie. Zauważyli również, że w warunkach hipoglikemicznych toksyczne działanie DHEA było znacznie bardziej widoczne. Biorąc pod uwagę wpływ blokowania kompleksu I na neurogenezę, należałoby się spodziewać innego obrazu histologicznego u niedojrzałych lub nienarodzonych myszy. Skoro w zaburzeniach ze spektrum autyzmu obserwuje się istotnie zwiększoną ilość DHEA, uzasadnione jest założenie, że wystąpi stagnacja funkcji mitochondriów, zwłaszcza w obecności innych czynników wywołujących zastój aktywności tych organelli, takich jak podwyższone poziomy toksyczności nadtlenoazotynu oraz rtęci.[8]
Charleston i in.[103] w badaniu długotrwałego kontaktu małp z metylortęcią opisali rozległą aktywację zarówno mikrogleju, jak i astrocytów w całym mózgu opisaną przez D. Vargas i in. dla mózgów osób z autyzmem.[104] Szczególną wagę ma ustalenie trwałej aktywacji komórek mikrogleju w grupie małp, w której przerwano kontakt z MeHg na 6 miesięcy, aby wykazać, że aktywacja mikrogleju utrzymuje się długo po ekspozycji. Należy także zauważyć, że wraz z pierwszym szczepieniem na drodze aktywacji mikrogleju wywołanej przez rtęć można by się spodziewać, że dodatkowa aktywacja układu odpornościowego z jakiegokolwiek powodu – szczepień, infekcji systemowych, alergii pokarmowych itd. – będzie amplifikować ekscytotoksyczność i stan zapalny w mózgu.
Podczas gdy astrocyty stanowią główne źródło glutaminianu, jak również mających kluczowe znaczenie cytokin prozapalnych, mikroglej działa jako podstawowy mechanizm aktywacji astrocytów, przy czym komórki mikrogleju mogą także pod wpływem stymulacji wydzielać ekscytotoksyczne poziomy glutaminianu.[105,106] Dochodzi do tego zwłaszcza w warunkach dysfunkcji mitochondriów, niedoboru magnezu oraz niedotlenienia/niedokrwienia.
Ponieważ astrocyty pełnią rolę pochłaniacza rtęci, stężenia w tym rodzaju komórek osiągają znacząco wyższe, neurotoksyczne poziomy. Astrocyty funkcjonują jako główny obszar absorpcji glutaminianu. W znacznej liczbie badań wykazano, że toksyny pozakomórkowe, w tym TNF-alfa, reaktywne formy tlenu [ROS], reaktywne formy azotu [RNS] i produkty peroksydacji lipidów, mogą istotnie zmienić proces wchłaniani glutaminianu, jak również, że absorpcja wykazuje wrażliwość nawet na niewielkie stężenia rtęci.[107-111] W istocie Brookes udowodnił, że stężenia chlorku rtęci tak niskie jak 0,5µg hamują transport glutaminianu do astrocytów o 50% i że żaden inny zbadany metal – Al2+, Pb2+, Cu2+, Co2+, Sr2+, Cd2+ ani Zn2+ – nie blokuje transportu glutaminianu.[112] Rtęć w takim stężeniu nie jest uznawana za bezpośrednio cytotoksyczną.
Absorpcja glutaminianu nie jest jedynym neuroprzekaźnikiem, na który rtęć wywiera szkodliwy wpływ. Dave i in. ustalili, że metylortęć nie tylko zahamowała proces wchłaniania glutaminianu w pierwotnych kulturach astrocytów, ale także zablokowała wchłanianie wiązania [3H] 5-HT zależnego od Na+ i podatnego na działanie fluoksetyny.[113] Może to częściowo wyjaśniać podwyższone poziomy serotoniny obserwowane w autyzmie.[114] Obawę w związku z chronicznie podwyższonymi poziomami serotoniny budzi fakt, że jeden z produktów jej metabolizmu, kwas chinolinowy, również jest ekscytotoksyną wydzielaną z aktywowanych komórek mikrogleju.[115]
Wpływ rtęci na transportery glutaminianu
Regulacja glutaminianu następuje za pośrednictwem 4 głównych mechanizmów: transporterów XAC (transporterów aminokwasów pobudzających – EAAT1-5), antyportera Xc cysteiny/glutaminianu, konwersji glutaminianu w glutaminę na drodze syntezy glutaminowej oraz zmiany metabolicznej w cykl Krebsa. Blokada transporterów EAAT glutaminianu może się odbywać przede wszystkim poprzez utlenienie, jako że antyoksydanty są w stanie odwrócić tę blokadę.[116,117] Transportery te składają się z grup sulfhydrylowych, przez co są podatne na działanie rtęci, jak również na utlenianie.[118] Wiadomo ponadto, że transportery te są zależne od kinazy białkowej C i że rtęć hamuje jej działanie.[119,120] Jednym z mechanizmów obrony estrogenu przed ekscytotoksycznością jest jego zdolność rozszerzania transportu glutaminianu na astrocyty.[121]
Transportery glutaminianu odgrywają nie tylko kluczową rolę w zapobieganiu ekscytotoksyczności, ale pełnią też zasadniczą funkcję w rozwoju mózgu, jako że w procesie tym występują zaprogramowane podnoszenie i obniżenie aktywności różnych transporterów.[122] W jednym z badań Kugler i Schleyer ustalili, że transporter glutaminianu GLAST (EAAT1) uległ ekspresji na wyższych poziomach na wcześniejszym etapie rozwoju niż GLT-1 (EAAT2) w hipokampie szczura i że zarówno transportery glutaminianu, jak i dehydrogenaza glutaminianowa zwiększyły się po narodzeniu i osiągnęły poziomy dorosłego osobnika między 20 a 30 dniem po porodzie, co wskazuje na ważny system kontroli poziomów glutaminianu w okresie rozwoju pourodzeniowego.[123] Wykazano również, że rtęć ogranicza działanie dehydrogenazy glutaminianowej.[124]
Ponadto udowodniono, że odporność komórek Purkiniego na ekscytotoksyczność wywołaną niedotlenieniem/niedokrwieniem jest w dużym stopniu zależna od GLAST i EAAT4.[125] GLAST ulega ekspresji w komórkach Bergmanna, zaś EAAT4 w obszarze perysynaptycznym kolców dendrytycznych komórek Purkiniego.[126] Może to także tłumaczyć gwałtowną utratę tych komórek u chorych na autyzm, ponieważ samo toksyczne działanie rtęci nie ma zazwyczaj wpływu na komórki Purkiniego, lecz atakuje komórki ziarniste móżdżku.[127] Połączenie uszkodzenia w wyniku toczącego się w sąsiedztwie procesu zapalnego, kumulacji ROS-RNS/LPO, nadmiaru androgenów i ekscytotoksyczności gwałtownie zwiększa tę szkodę, głównie ze względu na nadpobudliwość receptorów NMDA i AMPA oraz przewlekłą aktywację mikrogleju, której towarzyszy uwalnianie elementów neurotoksycznych.
Juarez i in. wykazali gwałtowny wzrost poziomu glutaminianu pozakomórkowego w następstwie wsączenia przy użyciu sondy mikrodializacyjnej metylortęci do płata czołowego 15 swobodnie poruszających się czuwających szczurów.[128] Zaobserwowali 9,8-krotny wzrost ilości glutaminianu pozakomórkowego na skutek podania dawki 10 µmol MeHg oraz 2,4-krotny wzrost po zastosowaniu dawki 100 µmol. Wiadomo, że dawka 10 µmol MeHg wywołuje 50-procentowe zahamowanie absorpcji glutaminianu przez astrocyty.[129] Udowodniono, że uraz mózgu szczurów wywołuje 2,8-krotny wzrost poziomu glutaminianu pozakomórkowego.[130]
Rtęć jest ponadto znana jako potencjalny inhibitor działania syntezy glutaminowej, która – gdy ulega zahamowaniu – powoduje nagromadzenie glutaminianu pozakomórkowego.[131] Może to prowadzić do ekscytotoksyczności i zmian migracji neuronów oraz różnicowania komórek progenitorowych.
Wpływ rtęci na glutation, metalotioneiny, ekscytotoksyczność i autyzm
Innym częstym wynikiem badań dotyczących autyzmu jest niski poziom glutationu, typowy również dla toksyczności rtęci i ekscytotoksyczności.[13-134] Jako jeden z najważniejszych antyoksydantów wewnątrzkomórkowych, glutation wymiata znaczną liczbę reaktywnych form tlenu i azotu, w tym nadtlenoazotyn. Udowodniono również, że pełni funkcję neuroprzekaźnika przyłączając się do swoich własnych receptorów synaptycznych, a dodatkowo wykazano, że reguluje pobudzającą neurotransmisję glutaminergiczną usuwając glutaminian z receptorów jonowych.[135,136] Przy wysokich stężeniach pozakomórkowych glutation wzmaga działanie receptora NMDA zwiększając ryzyko ekscytotoksyczności.[135]
Astrocyty stanowią jedyne źródło glutationu dla neuronów, co sprawia, że glutation jest szczególnie wrażliwy na dezaktywacje za pomocą rtęci, jako że astrocyty są także głównym obszarem kumulowania się rtęci w ośrodkowym układzie nerwowym.[137] Wykazano, że rtęć obniża poziom glutationu w komórkach neuronalnych płodów, a także w neuronach dorosłych.[138,139] Niski poziom glutationu wiąże się z licznymi chorobami neurodegeneracyjnymi, a w szczególności stanowi wczesny epizod w chorobie Parkinsona.[140-142]
Proces wytwarzania glutationu przez astrocyty warunkuje antyporter Xc cysteiny/glutaminianu niezależny od jonów sodu, który zamienia glutaminian wewnątrzkomórkowy na cysteinę pozakomórkową wykorzystywaną przez astrocyty do produkcji glutationu.[143] Wysoki poziom glutaminianu hamuje napływ cysteiny do astrocytów, co skutkuje niskim poziomem glutationu, czego należałoby się spodziewać w przypadku zwiększonych ilości glutaminianu obserwowanych u chorych na autyzm i osób narażonych na kontakt z rtęcią.[144]
Innym systemem ochronnym, na który oddziałuje rtęć są metalotioneiny. Rising i in. wykazali, że styczność astrocytów pierwotnych osesków szczurów z metylortęcią w istotnym stopniu wzmaga produkcję metalotioneiny-1 (MT-1) i MT-2.[145] Aschner i in. wykazali 14-krotnie większą regulację w górę MT-1 w mRNA u donoszonych płodów szczurów mających w macicy kontakt z oparami rtęci elementarnej.[146]
Poza uczestnictwem w detoksykacji metali ciężkich, zadaniem metalotioneinów jest kontrolowanie stanu zapalnego i stresu oksydacyjnego oraz wspieranie regeneracji mózgu.[147] Ustalono również, że odgrywają ważną rolę w obronie przed ekscytotoksycznością.[148] MT-1 i MT-2 pełnią najistotniejszą funkcję w obronie przed neuroinflamacją [zapalenie tkanki nerwowej]; udowodniono też, że zmniejszają liczbę aktywowanych komórek mikrogleju podczas urazu.[149] Kiedy znaczna liczba cząsteczek metalotioneinów jest przyłączona do rtęci, słabnie ich zdolność do pełnienia funkcji przeciwzapalnych i antyoksydacyjnych.
Istnieją liczne dowody, że rtęć, zwłaszcza w postaci jonowej, jest toksyczna dla neuronów i w mniejszym stopniu dla komórek glejowych, jak również, że formy organiczne rtęci podlegają powolnej demetylacji do rtęci jonowej, czemu towarzyszy redystrybucja w ośrodkowym układzie nerwowym. Ze względu na wpływ rtęci na znaczną liczbę enzymów, aktywność mitochondriów, funkcjonowanie genów, aktywację mikrogleju, uwalnianie cytokin prozapalnych, systemy antyoksydacyjne i metabolizm glutaminianu, staje się ona głównym czynnikiem w nieprawidłowym rozwoju mózgu, a także ekscytotoksyczności związanej z procesami neurodegeneracyjnymi. Większość tych skutków występuje przy bardzo niskich, mikromolowych i submikromolowych stężeniach.
Z uwagi na fakt, że w niewielu badaniach przeanalizowano całkowite skumulowane stężenia z licznych źródeł, takich jak rtęć w powietrzu, owoce morza, szczepionki zawierające tiomersal oraz amalgamat stomatologiczny, wpływ rtęci jest rażąco niedoceniany przez licznych ekspertów zajmujących się zaburzeniami ze spektrum autyzmu. Etiologia zaburzeń spektrum autyzmu.
Zobacz na: Bezpieczeństwo tiomersalu w szczepionkach – kwestie metodologiczne i dowody na nadużycia w badaniach – dr Brian Hooker
„Bezpieczny” poziom glinu/aluminium opiera się na przestarzałych informacjach, nieuzasadnionych założeniach i błędach – dr James Lyons-Weiler
Tworzenie się ziarniniaków w wyniku podskórnego wstrzyknięcia owcom produktów zawierających glin jako adiuwant – doktorant Javier Asín i inni.
Czy na pewno szczepionki to najlepiej przebadane produkty firm farmaceutycznych?
Czy chińscy naukowcy odkryli brakujący fragment układanki autyzmu? – J.B. Handley
Niebezpieczeństwa nadmiernych szczepień w trakcie rozwoju mózgu – dr Russell Blaylock
Przypisy:
1. Barregard L, Lindstedt G, Schiitz A, Sallsten G. Endocrine function in mercury exposed chloralkali workers. Occup Environ Med. 1994;51{8):536-540.
2. Veltman JC, Maines MD. Alterations of heme, cytochrome P-450, and steroid metabo¬lism by mercury in rat adrenal. Arch Biochem Biophys. 1986;248(2):467-478.
3. de Bruin El, Verheij F, Wiegman T, Ferdinand RF. Differences in finger length ratio between males with autism, pervasive developmental disorder-not otherwise specified, ADHD, and anxiety disorders. Dev Med Child Neurol. 2006;48(12):962-965.
4. Geier DA, Geier MR. A clinical and laboratory evaluation of methionine cycle-transsul- furation and androgen pathway markers in children with autistic disorders. Norm Res. 2006;66(4):182-188.
5. Ryan RA, Carrol J. Studies on a 3beta-hydroxysteroid sulphotransferase from rat liver.
Biockim Biophys Ada. 1976;429(2):391-401.
6. Tordjman S, Ferrari P, Sulmont V, Duyme M, Roubertoux P. Androgenic activity in autism. Am J Psychiatry. 1997;154(11):1626-1627.
7. Kim MS, Shigenaga J, Moser A, Grunfield C, Feingold KR. Suppression of DHEA sulfo-
transferase (Sult2Al) during the acute-phase response. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2004;287(4):E731-E738. ’
8. Strous RD, Golubchik P, Maayan R, et al. Lowered DHEA-S plasma levels in adult indi¬viduals with autistic disorder. Eur Neuropsychopharmacol. 2005;15(3):305-309.
9. Hall GM, Perry LA, Spector TD. Depressed levels of dehydroepiandrosterone sulphate in postmenopausal women with rheumatoid arthritis but no relation with axial bone density. Ann Rheum Dis. 1993;52(3):211-214.
10. Loverro G, Lorusso F, Mei L, Depalo R, Cormio G, Selvaggi L. The plasma homo¬cysteine levels are increased in polycystic ovary syndrome. Gynecol Obstet Invest. 2002;53(3): 157-162.
11. Vrbikova J, Tallova J, Bicikova M. Dvorakova K, Hill M, Starka L. Plasma thiols and androgen levels in polycystic ovary syndrome. Clin Chem Lab Med. 2003:41(2):216-221.
12. El-Khairy L, Ueland PM, Nygard 0, Refusm H, Vollset SE. Lifestyle and cardiovascular disease risk factors as determinants of total cysteine in plasma: the Hordaland Homocysteine Study. Am / Clin Nutr. 1999;70(6): 1016-1024.
13. Giltay EJ, Hoogeveen EK, Elbers JM, Gooren LJ, Asscheman H, Stehouwer CD. Effects of sex steroids on plasma total homocysteine levels: a study in transsexual males and females./ Clin Endocrinol Metab. 1998;83(2):550-553.
14. James SJ, Culter P, Melnyk S, et al. Metabolic biomarkers of increased oxidative stress and impaired methylation capacity in children with autism. Am J Clin Nutr. 2004;80(6): 1611-1617.
15. Gulati S, Chen Z, Brody LC, Rosenblatt DS, Banerjee R. Defects in auxiliary redox pro¬tein leads to functional methionine synthase deficiency. / Biol Chem. 1997;272(31):19171-19175.
16. Avila MA, Carretero MV, Rodriguez EN, MatoJM. Regulation by hypoxia of methion¬ine adensyltransferase activity and gene expression in rat hepatocytes. Gastroenterology. 1998;114(2):364-371.
17. Boris M, Goldblatt A, Galanko J, James J. Association of MTHFR gene variants with autism. J Am PhysSurg. 2004;9(4):106-108.
18. Frosst P, Blom HJ, Milos R, et al. A candidate genetic risk for vascular disease: a com¬mon mutation in methylenetetrahydrofolate reductase. Nat Genet. 1995;10(1):111-113.
19. Wakefield AJ, Murch SH, Anthony A, et al. Ileal-lymphoid-nodular hyperplasia, non¬specific colitis, and pervasive developmental disorder in children. Lancet. 1998;351(9103):637-641.
20. Manning JT, Baron-Cohen S, Wheelwright S, Sanders G. The 2nd to 4th digit ratio and autism. Dei’Med Child Neurol. 2001;43(3):160-164.
21. Knickmeyer RC, Baron-Cohen S. Fetal testosterone and sex differences in typical social development and in autism./ Child Neurol. 2006;21(10):825-845.
22. Baron-Cohen S, Knickmeyer RC, Belmonte MK. Sex differences in the brain: implica¬tions for explaining autism. Science. 2005;310(5749):819-823.
23. Knickmeyer R, Baron-Cohen S, Fane BA, et al. Androgens and autistic traits: a study of individuals with congenital adrenal hyperplasia. Horm Behav. 2006;50(1):148-153.
24. Baron-Cohen S, Ring HA, Bullmore ET, Wheelwright S, Ashwin C, Willliams SC. The amygdala theory of autism. Neurosci Biobehav Rev. 2000;24(3):355-364.
25. Silk TJ, Rinehart N, Bradshaw JL, et al. Visuospacial processing and the function of pre-frontal-parietal networks in autism spectrum disorders: a functional MRI study. Am J Psychiatry. 2006;163(8):1440-1443.
26. Hadjikhani N, Joseph RM, Snyder J, et al. Activation of the fusiform gyrus when indi¬viduals with autism spectrum disorder view faces. Neuroimage. 2004;22(3):1141-1150.
27. Estrada M, Varshney A, Ehrlich BE. Elevated testosterone induces apoptosis in neu¬ronal cells. / Biol Chem. 2006;281(35):25492-25501.
28. Geier DA, Geier MR. A clinical trial of combined anti-androgen and anti-heavy metal therapy in autistic disorders. Neuro Endocrinol Lett. 2006;27(6):833-838.
29. Leranth C, Petnehazy O, MacLusky NJ. Gonadal hormones affect spine synaptic density in theCAl hippocampal subfield of male rats.} Neurosci. 2003;23(5):1588-1592.
30. Weiland NG. Estradiol selectively regulates agonist binding sites in the N-methyl-D- aspartate receptor complex in the CA1 region of the hippocampus. Endocrinology, 1992;131(2):662-668.
31. Estrada M. Uhlen P. Ehrlich BE. Ca2+ oscillations induced by testosterone enhance neurite outgrowth./CellSci. 2006;119(Pt 4):733-743.
32. Lieberherr M, Grosse B. Androgens increase intracellular calcium concentrations and inositol 1,4,5-trophosphate and diacylglycerol formation via a pertussis toxin-sensitive G-protein .JBiolChem. 1994;269(10):7217-7223.
33. Spitzer NC, Lautermilch NJ, Smith RD, Gomez TM. Coding of neuronal differentiation by calcium transients. Bioessays. 2000;22(9):811-817.
34. Balthazart J, Baillien M. Ball GF. Rapid control of brain aromatase activity by gluta- matergic inputs. Endocrinology. 2006;147(l):359-366.
35. Takahashi K, Bergstrom M, Frandberg P, Vesstrom EL, Watanabe Y, Langstrom B. Imaging of aromatase distribution in rat and rhesus monkey brains with [llCjvorozo- le. Nucl Med Biol. 2006;33(5):599-605.
36. Komuro H, Rakic P. Modulation of neuronal migration by NMDA receptors. Science. 1993;260(5104):95-97.
37. Lin SY, Constantine-Paton M. Suppression of sprouting: An early function of NMDA receptors in the absence of AMPA/kainate receptor activity. / Neurosci. 1998;18(10):3725-3737.
38. Lautermilch NJ, Spitzer NC. Regulation of calcineurin by growth cone calcium waves controls neurite extension./ Neurosci. 2000;20(l):315-325.
39. Frye CA, Edinger KL, Seliga AM, Wawrzycki JM. 5 alpha-reduced androgens may have actions in the hippocampus to enhance cognitive performance in male rats. Psychoneuroimmmunology. 2004;29(8):1019-1027.
40. Hum PD, Brass LM. Estrogen and stroke: a balanced analysis. Stroke. 2003;34(2):338-341.
41. Tomassini V, Onesti E, Mainero C, et al. Sex hormones modulate brain damage in mul¬tiple sclerosis: MRI evidence. / Neurol Neurosurg Psychiatry. 2005;76(2):272-275.
42. Hawk T, Zhang YQ, Rajakumar G, Day AL, Simpkins JW. Testosterone increases and estradiol decreases middle cerebral artery occlusion lesion in male rats. Brain Res. 1998;796(l-2):296-298.
43. MacLusky NJ, Hajszan T, Prange-Kiel J, Leranth C. Androgen modulation of hippocam¬pal synaptic plasticity. Neuroscience. 2006;138(3):957-965.
44. Cooke BM. Steroid-dependent plasticity in the medial amygdala. Neuroscience. 2006;138(3):997-1005.
45. DonCarlos LL, Garcia-Ovejero D, Sarkey S, Garcia-Segura LM, Azcoitia I. Androgen receptor immunoreactivity in forebrain axons and dendrites in the rat. Endocrinology. 2003;144(8):3632-3638.
46. DonCarlos LL, Sarkey S, Lorenz B, et al. Novel cellular phenotypes and subcellular sites for androgen action in the forebrain. Neuroscience. 2006;138(3):801-807.
47. Henderson LP, Penatti CAA, Jones BL, Yang P, Clark AS. Anabolic androgenic steroids and forebrain GABAnergic transmission. Neuroscience. 2006;138(3):793-799.
48. Yang SH. Perez E, Cutright J, et al. Testosterone increases neurotoxicity of glutamate in
vitro and ischemia-reperfusion injury in an animal model. / Appl Physiol. 2002;92(1): 195-201. ‘
49. Razmara A, Krause DN, Duckies SP. Testosterone augments endotoxin-mediated cere¬
brovascular inflammation in male rats. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2005;289(5):H1843-H1850. ‘
50. Bezzi P, Carmignoto G, Pasti L, et al. Prostaglandins stimulate calcium-dependent glu¬tamate release in astrocytes. Nature. 1998;391(6664):281-285.
51. Garcia-Ovejero D, Veiga S, Garcia-Segura LM, Doncarlos LL. Glial expression of estro¬gen and androgen receptors after rat brain injury./ Comp Neurol. 2002;450:256-271.
52. DonCarlos LL, Sarkey S, Lorenz B, et al. Novel cellular phenotypes and subcellular sites for androgen action in the forebrain. Neurosci. 2006; 138(3):801-807.
53. Aarum J, Sandberg K, Budd Haeberlein SL, Persson MA. Migration and differentiation of neural precursor cells can be directed by microglia. Proc Natl Acad Sci USA. 2003:100(26): 15983-15988.
54. Olney JW, Zorumski C, Price MT, Labruyere J. L-cysteine, a bicarbonate-sensitive endogenous excitotoxin. Science. 1990;248(4955):596-599.
55. Waring RH, Klovrza LV. Sulphur metabolism in autism. / Nutr Environ Med. 2000;10:25-32.
56. Miller JW. Homocysteine, Alzheimer’s disease, and cognitive function. Nutrition. 2000;16(7-8):675-677.
57. Morris MS, Jacques PF, Rosenberg 1H, Selhub J; National Health and Nutrition Examination Survey. Hyperhomocysteinemia associated with poor recall in the third National Health and Nutrition Examination Survey. Am / Clin Nutr. 2001;73(5):927-933.
58. Levine J, Stahl Z, Sela BA, Gavendo S, Ruderman V, Belmaker RH. Elevated homo¬cysteine levels in young male patients with schizophrenia. Am J Psychiatry. 2002;159(10):1790-1792.
59. van der Put NM, van Straaten HW, Trijbels FJ, Blom HJ. Folate, homocysteine and neu¬ral tube defects: an overview. Exp Biol Med (Maywood). 2001;226(4):243-270.
60. Folbergrova J, Druga R, Otahal J, Haugvicova R, Mares P, Kubova H. Seizures induced in immature rats by homocysteic acid and the associated brain damage are prevented by group II metabotropic glutamate receprtor agonist (2R,4R)-4-aminopyrrolidine-2,4- dicarboxylate. Exp Neurol. 2005;192(2):420-436.
61. Quinn CT, Griener JC, Bottiglieri T, Hyland K, Farrow A, Kamen BA. Elevation of homocysteine and excitatory amino acid neurotransmitters in the CSF of children who receive methotrexate for the treatment of cancer./Clin Oncol. 1997;15(8):2800-2806.
62. Thompson GA, Kilpatrick IC. The neurotransmitter candidature of sulfur-containing excitatory amino acids in the mammalian central nervous system. Pharmcol Ther. 1996;72(l}:25-36.
63. Zieminska E, Lazarewicz JW. Excitotoxic neuronal injury in chronic homocysteine neu¬rotoxicity studied in vitro: the role of NMDA and group I metabotropic glutamate receptors. Acta NeurobiolExp (Wars). 2006;66(4):301-309.
64. Shi QI, Savage JE, Hufeisen SJ, et al. L-homocysteine sulfinic acid and other acidic homocysteine derivatives are potent and selective metabotropic glutamate receptor agonists. J Pharmacol Exp Ther. 2003;305(1):131-142.
65. Mares P, Folbergrova J, Kubova H. Excitatory aminoacids and epileptic seizures in immature brain. Physiol Res. 2004;53(SuppI 1):S115-S124.
66. Lockhart B, Jones C, Cuisiner C, Villain N, Peyroulan D, Lestage P. Inhibition of L-homocysteic acid and buthionine sulphoximine-mediated neurotoxicity in rat embry¬onic neuronal cultures with alpha-lipoic acid enanticmers. Brain Res. 2000;855:292-297.
67. Benz B, Grima G, Do KQ. Glutamate-induced homocysteic acid release from astrocytes: possible implication in glia-neuron signaling. Neuroscience. 2004; 124(2):377-386.
68. Yuzaki M, Connor JA. Characterization of L-homocysteate-induced currents in Purkinje cells from wild-type and NMDA receptor knockout mice. / Neurophysiol. 1999;82(5):2820-2826.
69. McGeer PL, McGeer EG. Autotoxicity and Alzheimer’s disease. Arch Neurol. 2000;57(6):789-790.
70. Yoshida M. Placental to fetal transfer of mercury and fetotoxicity. Tohoku / Exp Med. 2002;196(2):79-80.
71. Tsuchiya H, Mitani K, Kodamo K, Nakata T. Placental transfer of heavy metals in nor¬mal pregnant Japanese women. Arch Environ Health. 1984;39(1): 11-17.
72. Sager PR, Aschner M, Rodier PM. Persistent, differential alterations in developing cer¬ebellar cortex of male and female mice after methylmercury exposure. Brain Res. 1984;314(1):1-11.
73. Choi BH. Methylmercury poisoning of the developing nervous system: I. Pattern of neuronal migration in the cerebral cortex. Neurotoxicology. 1986;7(2):591-600.
74. Choi BH, Lapham LW, Amin-Zaki L, Saleem T. Abnormal neuronal migration,
deranged cerebral cortical organization, and diffuse white matter astrocytosis of human fetal brain: a major effect of methylmercury poisoning in utero. / Neuropathol Exp Neurol. 1978;37(6):719-733. ‘
75. Burbacher TM, Rodier PM, Weiss B. Methylmercury developmental neurotoxicity: a comparison of effects on humans and animals. Neurotoxicol Tcratol. 1990; 12(3): 191-202.
76. Vahter ME, Motlet NK, Friberg LT, Lind SB, Charleston JS, Burbacher TM. Demethylation of methyl mercury in different brain sites of Macaca fascicularis mon¬keys during long-term subclinical methyl mercury exposure. Toxicol Appl Pharmacol. 1995;134(2):273-284.
77. Burbacher TM, Shen DD, Liberato N, Grant KS, Cemichiari E, Clarkson T. Comparison of blood and brain mercury levels in infant monkeys exposed to methylmercury or vac¬cines containing thimerosal. Environ Health Perspect. 2005;113(8):1015-1021.
78. Redwood L, Bernard S, Brown D. Predicted mercury concentrations in hair from infant immunizations: cause for concern. Neurotoxicology. 2001;22(5):691-697.
79. Pichichero ME, Cemichiari E, Lopreiato J, Treanor J. Merc ury concentrations and metabolism in infants receiving vaccines containing thiomersal: a descriptive study. Lancet. 2002;360(9347):1737-1741.
80. Shanker G. Aschner M. Methylmercury-induced reactive oxygen species formation in neonatal cerebral astrocytic culture is attenuated by antioxidants. Brain Res Mol Brain Res. 2003;110(1):85-91.
81. Park ST, Lim KT, Chung YT, Kim SU. Methylercury-induced neurotoxicity in cerebral neuron culture is blocked by antioxidants and NMDA receptor antagonists.
Neurotoxicology. 1996;17(l):37-45.
82. Miyamoto K, Nakanish H, Moriguchi S, et al. Involvement of enhanced sensitivity of N-methyl-D-aspartate receptors in vulnerability of developing cortical neurons to methylmercury neurotoxicity. Brain Res. 2001;901(l-2):252-258.
83. Sorg O, Schilter B, Honegger P, Monnet-Tschudi F. Increased vulnerability of neurons and glial cells to low concentrations of methylmercury in a prooxidant situation. Acta Neuropath (Berl). 1998;96(6):621-627.
84. Behan WM, Stone TW. Enhanced neuronal damage by co-administration of quinolinic acid and free radicals, and protection by adenosine A2A receptor antagonists. Br J
Pharmacol. 2002;135(6):1435-1442.
85. Brown GC, Borutaite V. Nitric oxide inhibition of mitochondrial respiration and its role in cell death. Free Radic Biol Med. 2002;33(11):1440-1450.
86. Pacher P, Beckman JS, Liaudet L. Nitric oxide and peroxynitrite in health and disease.
Physiol Rev. 2007;87(l):315-424.
87. Brown GC, Bal-Price A. Inflammatory neurodegeneration mediated by nitric oxide, glutamate, and mitochondria. Mol Neurobiol. 2003;27(3):325-355.
88. Kim WK, Ko KH. Potentiation of N-methyl-D-aspartate-mediated neurotoxicity by immunostimulated murine microglia.} Neurosci Res. 1998:54(l):17-26.
89. Boje KM, Arora PK. Microglial-produced nitric oxide and reactive nitrogen oxides mediate neuronal cell death. Brain Res. 1992;58(2)7:250-256.
90. Beal MF, Hyman BT, Koroshetz W. Do defects in mitochondria! energy metabolism underlie the pathology of neurodegenerative diseases? Trends Neurosci. 1993;16(4):125-131.
91. Dupuis L, Gonzalez de Aguilar JL, Oudart H, de Tapia M, Barbeito L, Loeffler JP. Mitochondria in amyotrophic lateral sclerosis: a trigger and a target. Neurodegener Dis. 2004;l(6):245-254.
92. Mattson MP, Pedersen WA, Duan W, Culmsee C, Camandola S. Cellular and molecular mechanisms underlying perturbed energy metabolism and neuronal degeneration in Alzheimer’s and Parkinson’s diseases. Ann NY Acad Sri. 1999;893:154-175.
93. Konigsberg M, Lopez-Diazguerrer NE. Bucio L, Gutierrez-Ruiz MC. Uncoupling effect of mercuric chloride on mitochondria isolated from an hepatic cell line. / Appl Toxicol. 2001;21(4):323-329.
94. Hare MF, McGinnis KM. Atchison WD. Methylmercury increases intracellular concen¬tration of Ca++ and heavy metals in NG108-15 cells. / Pharmacol Exp Ther. 1993;266(3): 1626-1635.
95. Kheir-Eldin AA, Motawi TK, Gad MZ. Abd-ElGawad HM. Protective effect of vitamin E, beta-carotene and N-acetylcysteine from the brain oxidative stress induced in rats by lipopolysaccharide. Int J Biochem Cell Biol. 2001;33(5):475-482.
96. Chaparro-Huerta V, Rivera-Cervantes MC, Flores-Soto ME, Gomez-Pinedo U, Beas- Zarate C. Proinflammatory cytokines and apoptosis following glutamate-induced exci- totoxicity mediated by p38 MAPK in the hippocampus of neonatal rats. / Neuroimmunol. 2005;165(l-2):53-62.
97. Bernardino L, Xapelli S, Silva AP, et al. Modulator effects of interleukin-lbeta and tumor necrosis factor-alpha on AMPA-induced excitotoxicity in mouse organotypic hippocampal slice cultures./Neurosri. 2005;25(92):6734-6744.
98. Campbell A, Becaria A, Lahiri DK, Sharman K, Bondy SC. Chronic exposure to alumi¬num in drinking water increases inflammatory parameters selectively in the brain./ Neurosri Res. 2004;75(4):565-572.
99. Shirabe T, Irie K, Uchida M. Autopsy case of aluminum encephalopathy. Neuropathology. 2002;22(3):206-210.
100. Chauhan A, Chauhan V, Brown WT, Cohen 1. Oxidative stress in autism: increased lipid peroxidation and reduced serum levels of ceruloplasmin and transferrin—the antioxidant proteins. Life Sri. 2004;75:2539-2549.
101. Ming X, Stein TP, Brimacombe M, Johnson WG, Lambert GH, Wagner GC. Increased excretion of a lipid peroxidation biomarker in autism. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 2005;73(5);379-384.
102. Safiulina D, Peet N, Seppet E, Zharkovsky A, Kaasik A. Dehydroepiandrosterone inhib¬its complex 1 of the mitochondrial respiratory chain and is neurotoxic in vitro and in
vivo. Toxicol Sri. 2006;93(2):348-356.
103. Charleston JS, Body RL, Bolender RP, Mottet NK, Vhater ME, Burbacher TM. Changes in the number of astrocytes and microglia in the thalamus of the monkey Macaca fas- cicularis following long-term subclinical methylmercury exposure. Neurotoxicology. 1996; 17(1):127-138.
104. Vargas DL, Nascimbene C, Krisgnan C, Zimmerman AW, Pardo CA. Neuroglial activa¬tion and neuroinflammation in the brain of patients with autism. Ann Neurol. 2005;57(1):67-81.
105. Kim SU, de Vellis J. Microglia in health and disease./ Neurosri Res. 2005;81(3):302-313.
106. Uno H, Matsuyama T, Akita H, Nishimura H, Sugita M. Induction of tumor necrosis factor-alpha in the mouse hippocampus following transient forebrain ischemia. / Cereb Blood Flow Metab. 1997; 17(5):491-499.
107. Zou JY, Crews FT. TNF alpha potentiates glutamate neurotoxicity by inhibiting gluta¬mate uptake in organotypic brain slice cultures: neuroprotection by NF kappa B inhibi¬tion. Brain Res. 2005;1034(l-2):ll-24.
108. Chao CC, Hu S, Ehrlich L, Peterson PK. Interleukin-1 and tumor necrosis factor-alpha synergistically mediate neurotoxicity: involvement of nitric oxide and of N-methyl-D- aspartate receptors. Brain Behav Immun. 1995;9(4):355-365.
109. Hu S, Sheng WS, Ehrlich LC, Peterson PK, Chao CC. Cytokine effects on glutamate uptake by human astrocytes. Neuroimmunomodulation. 2000;7(3):153-159.
110. Keller JN, Mark RJ, Bruce AJ, et al. 4-Hydroxynonenal, an aldehydic product of mem¬brane lipid peroxidation, impairs glutamate transport and mitochondrial function in synaptosomes. Neuroscience. 1997;80(3):685-696.
111. Albrecht J, Matyja E. Glutamate: a potential mediator ofinorganic mercury neurotoxic¬ity. Metab Brain Dis. 1996;11(2):175-184.
112. Brookes N. Specificity and reversibility of the inhibition by HgC12 of glutamate trans¬port in astrocyte cultures./ Neurochem. 1988;50(4):1117-1122.
113. Dave V, Mullaney KJ, Goderie S, Kimelberg HK, Aschner M. Astrocytes as mediators or methylmercury neurotoxicity: effects on D-aspartate and serotonin uptake. Dev
Neurosri. 1994;16(3-4):222-231.
114. Piven J, Tsai GC, Nehme E, Coyle JT, Chase GA, Folstein SE. Platelet serotonin, a possi¬ble marker for familial autism. J Autism Dev Disord. 1991;21(l):51-59.
115. Ribeiro CA, Grando V, Dutra Filho CS, Wannmacher CM, Wajner M. Evidence that quinolinic acid severely impairs energy metabolism through activation of NMDA receptors in striatum from developing rats./Neurochem. 2006;99(6):1531-1542.
116. Sorg O, Horn TF, Yu N, Gruol DL, Bloom FE. Inhibition of astrocyte glutamate uptake by reactive oxygen species: role of antioxidant enzymes. Mol Med. 1997;3(7):431-440.
117. Allen JW, Mutkus LA, Aschner M. Methylmercuury-mediated inhibition of 3H-D- aspartate transport in cultured astrocytes is reversed by the antioxidant catalase. Brain Res. 2001 ;902( 1):92-100.
118. Trotti D, Rizzini BL, Rossi D, et al. Neuronal and glial glutamate transporters posses an SH-based redox regulatory mechanism. EurJ Neurosri. 1997;9(6): 1236-1243.
119. Guillet BA, Velly LJ, Canolle B, Masmejean FM, Nieoullon AL, Pisano P. Differential regulation by protein kinases of activity and cell surface expression of glutamate trans¬porters in neuron-enriched cultures. Neurochem Int. 2005;46(4):337-346.
120. Saijoh K, Fukunaga T, Katsuyama H, Lee MJ, Sumino K. Effects of methylmercury on protein kinase A and protein kinase C in the mouse brain. Environ Res. 1993;63(2):264-273.
121. PawlakJ, BritoV, Kuppers E, Beyer C. Regulation of glutamate transporter GLAST and GLT-1 expression in astrocytes by estrogen. Brain Res Mol Brain Res. 2005:138(1): 1-7.
122. Furuta A, Rothstein JD, Martin l.J. Glutamate transporter protein subtypes are expressed differentially during rat CNS development. / Neurosci. 1997;17(21):8363-8375.
123. Kugler P, Schleyer V. Developmental expression of glutamate transporters and gluta¬mate dehydrogenase in astrocytes of postnatal rat hippocampus. Hippocampus. 2004; 14(8):975-985.
124. Chmielnicka J, Komsta-Szumska E, Sulkowska B. Activity of glutamate and malate dehydrogenases in liver and kidneys of rats subjected to multiple exposures of mercuric chloride and sodium selenite. Bioinorg Chem. 1978;8(4):291-302
125. Inage YW, Itoh M, Wada K, Takashima S. Expression of two glutamate transporters, GLAST and EAAT4, in human cerebellum: their correlation in development and neo¬natal hypoxic-ischemic damage. / Neuropathol Exp Neurol. 1998;57(6):554-562.
126. Yamashita A, Makita K, Kuroiwa T, Tanaka K. Glutamate transporters GLAST and EAAT4 regulate postischemic Purkinje cell death: an in vivo study using a cardiac arrest model in mice lacking GLAST and EAAT4. Neurosri Res. 2006;55(3):264-270.
127. Edwards JR, Marty MS, Atchison WD. Comparative sensitivity of rat cerebellar neu¬rons to dysregulation of divalent cation homeostasis and cytotoxicity caused by meth¬ylmercury. Toxicol Appl Pharmacol. 2005;208(3):222-232.
128. Juarez Bl, Martinez ML, Montante M, Dufour E, Garcia E, Jimenez-Capdeville ME. Methylmercury increases glutamate extracellular levels in frontal cortex of awake rats. Neurotoxicol Teratol. 2002;24(6):767-771.
129. Kim P, Choi BH. Selective inhibition of glutamate uptake by mercury in cultured mouse
astrocytes. Yonsei Med). 1995;36(3):299-305.
130. Globus MY, Alonso O, Dietrich WD, Busto R, Ginsberg MD. Glutamate release and free radical production following brain injury: effect of posttraumatic hypothermia. /
Neurochem. 1995;65(4):1704-17U.
131. Allen JW, Mutkus LA, Aschner M. Mercuric chloride, but not methylmercury, inhibits glutamine synthetase activity in primary cultures of cortical astrocytes. Brain Res. 2001;891{ 1-2): 148-157.
132. Yorbik O, Sayal A, Akbiyik DI, Sohmen T. Investigation of antioxidant enzymes in chil¬dren with autistic disorder. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 2002;67(5):341-343.
133. Kaur P, Aschner M, Syversen T. Glutathione modulation influences methyl mercury induced neurotoxicity in primary cell cultures of neurons and astrocytes.
Neurotoxicology. 2006;27(4):492-500.
134. Fonnum F, Lock EA. The contributions of excitotoxity, glutathione depletion and DNA repair in chemically induced injury to neurons: exemplified with toxic effects on cere¬bellar granule cells./Neurochem. 2004;88(3):513-531.
135. Regan RF, Guo YP. Potentiation of excitotoxic injury by high concentrations of extracel¬lular reduced glutathione. Neuroscience. 1999;91(2):463-470.
136. Janaky R, Shaw CA, Varga V, et al. Specific glutathione binding sites in pig cerebral cor¬tical synaptic membranes. Neuroscience. 2000;95(2):617-624.
137. Sagara J, Miura K, Bannai S. Maintenance of neuronal glutathione by glial cells. / Neurochem. 1993;61(5):1672-1676.
138. Ou YC, White CC, Krejsa CM, Ponce RA, Kavanagh TJ, Faustman EM. The role of intra¬cellular glutathione in methylmercury-induced toxicity in embryonic neuronal cells.
Neurotoxicology. 1999;20(5):793-804.
139. Shanker G, Syversen T, Aschner JL, Aschner M. Modulatory effect of glutathione status and antioxidants on methylmercury-induced free radical formation in primary cultures of cerebral astrocytes. Brain Res Mol Brain Res. 2005;137(l-2): 11-22.
140. Bharath S, Hsu M, Kaur D, Rajagopalan S, Andersen JK. Glutathione, iron and Parkinson’s disease. Biochem Pharmacol. 2002;64(5-6):1037-1048.
141. Bains JS, Shaw CA. Neurodegenerative disorders in humans: the role of glutathione in oxidative stress-mediated neuronal death. Brain Res Brain Res Rev. 1997;25(3):335-358.
142. Volkel W, Sicilia T, Pahler A, et al. Increased brain levels of 4-hydroxy-2-noneal gluta¬thione conjugates in severe Alzheimer’s disease. Neurochem Int. 2006;48(8):679-686.
143. Patel SA, Warren BA, Rhoderick JF, Bridges RJ. Differentiation of substrate and non¬substrate inhibitors of transport systems xc(-): an obligate exchanger of L-glutamate and L-cystine. Neuropharmacology. 2004;46(2):273-284.
144. Lewerenz J, Klein M, Methner A. Cooperative action of glutamate transporters and cys- tine/glutamate antiporter system Xc- protects from oxidative glutamate toxicity./ Neurochem. 2006;98(3):916-925.
145. Rising L, Vitarella D, Kimelberg HK, Aschner M. Metallothionein induction in neona¬tal rat primary astrocyte cultures protects against methylmercury cytotoxicity. /
Neurochem. 1995;65(4):1562-1568.
146. Aschner M, Lorscheider FL, Cowan KS, Conklin DR, Vimy MJ, Lash LH. Metallothionein induction in fatal rat brain and neonatal primary astrocyte cultures by in utero exposure to elemental mercury vapor (HgO). Brain Res. 1997;778(l):222-232.
147. Penkowa M, Camats J, Giralt M, et al. Metallothioneni-1 overexpression alters brain inflammation and stimulates brain repair in transgenic mice with astrocyte-targeted interleukin-6 expression. Glia. 2003;42(3):287-306. Etiologia zaburzeń spektrum autyzmu.
148. Penkowa M, Florit S, Giralt M, et al. Metallothionein reduces central nervous system inflammation, neurodegeneration, and cell death following kainic acid-induced epilep¬tic seizures./ Neurosci Res. 2005;79(4):522-532.
149. Potter EG, Cheng Y, Knight JB, Gordish-Dressman H, Natale JE. Basic science; metallo¬thionein 1 and II attenuate thalamic microglial responses following traumatic axotomy in immature brim. J Neurotrauma. 2007;24( l):28-42.